Приложение А (справочное). Обоснование разработки и положений настоящего стандарта

Приложение А
(справочное)

Обоснование разработки и положений настоящего стандарта

А.1 Область применения

Давно известно, что химическое и микробиологическое загрязнение диализирующего раствора подвергает пациентов, находящихся на диализе, риску возникновения острых и хронических побочных явлений. С самого начала было признано, что существует проблема с включением требований к качеству жидкости в документ, предназначенный для изготовителей оборудования для водоподготовки или аппаратов для диализа. Хотя изготовитель может нести ответственность за предоставление оборудования, которое при сборке в систему обеспечивает воду, концентрат или диализирующий раствор, отвечающие определенным требованиям качества, этот изготовитель не имеет никакого контроля над оборудованием после его установки. Например, качество очищенной воды может измениться, если система водоподготовки не будет надлежащим образом обслуживаться или если произойдет некоторое изменение в муниципальной воде, питающей эту систему. Поэтому стандарты качества жидкостей были установлены независимо от стандартов для оборудования, используемого для приготовления этих жидкостей. Поскольку повседневную ответственность за поддержание качества жидкости несут медицинские работники в каждом отделении диализа под руководством главного врача, настоящий стандарт был подготовлен для того, чтобы дать этим медицинским работникам рекомендации о том, как управлять системами подготовки жидкостей для соответствия требованиям стандартов качества жидкости.

А.2 Химические загрязнители

Этот пункт содержит обоснование требований, изложенных в 4.2.2.

ИСО 23500-3 устанавливает максимальные уровни химических загрязнений для воды для диализа в трех группах: химические вещества с документированной токсичностью у пациентов, находящихся на диализе, такие как алюминий [15]-[30], фтор [31]-[41], нитраты [42], [43], [44], хлор, его побочные продукты и хлорамин [47]-[63], свинец [64]-[67], электролиты, обычно входящие в состав диализирующего раствора, и микроэлементы [62], [63], [64], [65]. Основание для включения конкретных химических веществ в ИСО 23500-3, а также для установления их предельных уровней приведено в приложении А ИСО 23500-3:2019.

Опасности для пациентов, получающих лечение посредством гемодиализа, связанные с присутствием органических соединений, таких как пестициды, полициклические ароматические углеводороды и другие химические продукты, присутствующие в воде, трудно определить. Последствия, вероятно, носят долгосрочный характер, и рутинный контроль таких веществ является трудным и дорогостоящим. В связи с этим в настоящем стандарте не содержится никаких рекомендаций в отношении таких соединений.

Способность систем водоподготовки удалять такие соединения зависит от химического состава и концентрации загрязняющего вещества. Микрофильтрация и ультрафильтрация менее эффективны, чем нанофильтрация и обратный осмос. Гранулированный активированный уголь (GAC), с другой стороны, очень эффективен в удалении таких химических загрязнений. Соединения с высокой степенью гидрофильности могут разрушать активированный уголь быстрее, чем гидрофобные соединения. Циклы обратной промывки также играют важную роль в этом процессе. Поскольку гранулированные активированные угли обеспечивают основной метод удаления хлора и хлорамина из питательной воды, надлежащий размер углеродных слоев или фильтров имеет важное значение для обеспечения того, чтобы большинство углеродных валентностей уже не были заняты, ограничивая удаление органических загрязнений, если возникнет необходимость удаления таких соединений.

А.3 Микробиологические загрязнители

Этот пункт содержит обоснование требований, изложенных в 4.2.4.

ИСО 23500-3 устанавливает максимальные уровни бактерий и эндотоксинов в воде для диализа, а также уровни действия для этих загрязняющих веществ. Обоснование максимальных уровней бактерий и эндотоксинов приведено в приложении А ИСО 23500-3:2019.

А.4 Требования к концентрату

Обоснование в этом пункте относится к требованиям, изложенным в 4.3. Требования к коммерчески доступным концентратам приведены в ИСО 23500-4. Было решено не рекомендовать ограничения на бактерии и эндотоксины для концентрата, приготовленного в отделении диализа, даже для бикарбонатного концентрата. Это решение было основано на трудностях проведения культуральных и эндотоксиновых анализов в образцах с высокой концентрацией солей. Высокие концентрации бикарбоната требуют специальных методов культивирования и являются ингибирующими в LAL-тесте. Было установлено, что нецелесообразно требовать от каждого отделения диализа соблюдения особых условий, необходимых для надлежащего испытания бикарбонатного концентрата, и что пациенты будут соответствующим образом защищены рекомендациями по качеству воды, используемой для приготовления концентрата и конечного диализирующего раствора. Для пользователей, желающих установить уровень бактерий и концентрацию эндотоксинов в рамках обследования по поиску и устранению неисправностей, руководство по проведению анализа культур и эндотоксинов в бикарбонатном концентрате приведено в 8.3.3.3 и А.10.

А.5 Микробиологические загрязнители в диализирующем растворе

Обоснование в этом пункте относится к требованиям 4.4. ИСО 23500-5 устанавливает максимальные уровни бактерий и эндотоксинов в трех категориях диализирующего раствора: стандартном диализирующем растворе, ультрачистом диализирующем растворе и приготовленной в режиме реального времени замещающей жидкости. Там, где это уместно, также приведены уровни действия для бактерий и эндотоксинов. Обоснование максимальных уровней бактерий и эндотоксинов приведено в приложении А ИСО 23500-5:2019.

ИСО 23500-3 устанавливает максимально допустимый уровень для эндотоксинов в воде для диализа 0,25 ЕЭ/мл, в то время как ИСО 23500-5 устанавливает максимально допустимый уровень для эндотоксинов в диализирующем растворе 0,5 ЕЭ/мл. Уровень для диализирующего раствора устанавливается выше, чем для воды для диализа, в знак признания того, что порошковые концентраты могут вносить эндотоксины, но не увеличивать объем конечного диализирующего раствора. Для бактерий такое требование не предусмотрено, так как большинство бактерий не сохраняются в жизнеспособной форме в порошкообразном концентрате.

А.6 Контроль углеродных сред

Обоснование в этом пункте относится к требованиям 7.3.5. Интенсивный контроль за углеродными слоями рекомендуется из-за длительной истории побочных явлений, связанных с загрязнением хлорамином диализирующего раствора [45]-[61]. Концентрация хлорамина в муниципальной воде может меняться изо дня в день, а способность углеродных слоев удалять хлорамин может меняться в зависимости от рН и температуры воды, природы присутствующих хлораминовых соединений и присутствия других веществ в воде. Зависимость удаления хлорамина от множества факторов делает работу углеродных слоев непредсказуемой. Поэтому безопасность пациента может быть обеспечена только интенсивным контролем за работой углеродного слоя. Последовательное расположение углеродных слоев и отбор проб из порта, расположенного между двумя слоями, обеспечивают один запас защиты от прорыва хлорамина. Когда хлорамин впервые обнаружен в пробе из первого слоя, второй слой все еще будет иметь некоторую способность к удалению хлорамина. Эта резервная емкость позволяет пользователю удобно заменить пришедший в негодность слой без риска для пациентов. Пришедший в негодность слой утилизируется, второй слой перемещается в первое положение, а новый слой помещается во второе положение. Для замены следует использовать новый слой углерода. Непрерывный контроль с помощью контролирующих устройств в режиме реального времени обеспечивает наилучшую защиту пациента. Контролирующее устройство в режиме реального времени должно быть способно активировать средство отвода воды из системы обратного осмоса, например путем отключения системы обратного осмоса, если уровень общего хлора превышает 0,1 мг/л.

В ситуациях, когда хлорамин не используется для дезинфекции воды, а уровень аммиака в воде низок, может быть достаточно одного углеродного слоя или угольного картриджного фильтра с более коротким ЕВСТ. Углерод не может быть регенерирован в отделении диализа, и использование регенерированного углерода запрещено. Обратная промывка углеродных слоев не регенерирует углерод, хотя она может позволить более эффективно использовать емкость слоя, удаляя каналы, которые могут образоваться в слое во время обычной эксплуатации. Смысл рекомендации о том, что система водоподготовки должна работать не менее 15 минут, прежде чем будут взяты пробы воды из углеродного слоя, заключается в том, чтобы предотвратить непреднамеренный отбор проб воды, которая находилась в слое в течение длительного периода времени.

А.7 Методы микробиологического контроля

Обоснование в этом пункте относится к требованиям, изложенным в разделе 8. Микробный рост в жидкости может происходить в двух формах: планктонной, т.е. свободно существующей в объеме раствора, и сессильной, т.е. прикрепленной к поверхности.

Образование биопленки происходит в ходе последовательности различных событий, включая первоначальное прикрепление клетки к поверхности или клетки к клетке, образование микроколоний, созревание биопленки и рассеивание биопленки.

Способность бактерий производить компоненты внеклеточного матрикса, которые позволяют им прилипать к поверхностям и друг к другу, является предпосылкой для образования биопленки. По мере созревания биопленки бактерии-резиденты внедряются и интегрируются в эту самопродуцирующуюся внеклеточную матрицу, состоящую из полисахарида, белка и ДНК.

Ввиду этого никакое испытание не способно показать полную картину бактериального роста, и испытания, описанные и упомянутые в настоящем стандарте, не измеряют многие микробные загрязнители, включая фрагменты клеточной стенки микроорганизмов, нуклеиновые кислоты ДНК и РНК и метаболиты различных видов.

По этой причине рекомендуется проактивная программа дезинфекции для борьбы с бактериальным ростом в системах воды для диализа и диализирующего раствора [15]-[80].

А.8 Количество гетеротрофных бактерий (поверхностный метод)

Обоснование в этом пункте относится к требованиям 8.3.3.

Чувствительные методы культивирования должны использоваться для измерения невысокого общего количества жизнеспособных микроорганизмов, разрешенного для воды, используемой для гемодиализа. Для этого особенно подходит метод мембранной фильтрации, поскольку он позволяет анализировать большие объемы жидкости. Эта техника повышает чувствительность метода и вероятность обнаружения бактерий, присутствующих в небольшом количестве. Поскольку метод мембранной фильтрации может оказаться недоступным в клинических лабораториях, в качестве альтернативы для воды и стандартного диализирующего раствора можно использовать поверхностный метод или чашечный метод [81]. При применении поверхностного метода метод калиброванного цикла не должен использоваться для нанесения образца на чашку Петри. Чувствительность анализа, выполненного с помощью метода калиброванного цикла, мала. Стандартный метод калиброванного цикла переносит 0,001 мл образца в культуральную среду так, чтобы минимальная чувствительность анализа составляла 1000 КОЕ/мл. Такая чувствительность неприемлема, когда максимально допустимый предел для микроорганизмов составляет 100 КОЕ/мл. Поэтому при использовании поверхностного метода следует использовать пипетку для помещения от 0,1 до 0,3 мл воды или диализирующего раствора на культуральную среду. Чашечный метод может быть использован в качестве альтернативы поверхностному методу. Если используется объем пробы 1 мл, то предел обнаружения чашечным методом составляет 1 КОЕ/мл.

Результаты культивирования, полученные с использованием любого из методов, изложенных в настоящем стандарте, являются лишь относительным показателем содержания бионагрузки в воде для диализа или в диализирующем растворе и не дают абсолютной бактериальной нагрузки. В первоначальных клинических наблюдениях, на которых основывались микробиологические требования, использовались стандартные методы агара (SMA), среды, содержащей относительно мало питательных веществ. Позже было добавлено использование триптического соевого агара (TSA), универсальной среды для выделения и культивирования прихотливых организмов. Несколько исследований показали, что использование бедных питательными веществами сред, таких как триптоноглюкозный агар (TGEA) или агар Reasoner 2A (R2A), приводит к увеличению извлечения бактерий из воды [12], [13], [14], [82]. Увеличение времени культивирования до 7 дней и использование инкубационных температур от 23 °С до 28 °С также показали увеличение восстановления бактерий по сравнению с инкубацией в течение 48 ч при температуре от 35 °С до 37 °С [14], [84].

Использование агара Reasoner 2A (R2A) и триптоноглюкозного агара (TGEA) в некоторых публикациях характеризовалось более высокой численностью колоний, чем использование триптического соевого агара (TSA) для культивирования проб воды и диализирующего раствора [10], [12], [13], [14]. В более новых публикациях (2016 года) авторы указали, что не было существенных различий при сравнении бактериальной нагрузки в стандартной воде и стандартном диализирующем растворе, дающей количество колоний 50 КОЕ/мл, при анализе с использованием R2A и TSA в указанных выше условиях [11].

Maltais и др. [11] в своем сравнении среды TGEA с TSA при количественном определении бактериальной нагрузки в воде и диализирующем растворе, используемых для стандартного диализа, показали, что доля образцов воды, дающих количество колоний 50 КОЕ/мл, инкубированных при температуре от 17 °С до 23 °С в течение 7 дней, значительно отличалась от доли, полученной с использованием TSA при температуре инкубации 35 °С до 37 °С и времени инкубации 48 часов (Р = 0,001). Соотношения образцов диализирующего раствора, в которых бактериальная нагрузка составляла 50 КОЕ/мл, существенно не отличались.

Метод TSA уравновешивает повышенное восстановление с более коротким временем достижения практических результатов.

Использование триптоноглюкозного агара (TGEA) или агара Reasoner 2А (R2A), инкубированных при температуре от 17 °С до 23 °С в течение 7 дней, или триптического соевого агара (TSA), инкубированного при температуре 35 °С в течение 48 часов, - проверенные и приемлемые методы. Пользователь должен определить, какая из этих методологий подходит для соответствующей ситуации, принимая во внимание преимущества каждой из них.

Согласно фармакопее Соединенных Штатов Америки "решение об использовании более длительного времени инкубации должно приниматься после сбалансирования потребности в своевременной информации и типа корректирующих действий, необходимых при превышении уровня тревоги или действия, с возможностью восстановления интересующих микроорганизмов. Преимущества, полученные при инкубации в течение более длительного времени, а именно восстановление поврежденных микроорганизмов, медленно растущих или более прихотливых микроорганизмов, должны быть сбалансированы с необходимостью своевременного исследования и принятия корректирующих мер, а также способностью этих микроорганизмов пагубно влиять на продукты или процессы" (например, безопасность пациентов).

Выбранная питательная среда и время инкубации также должны быть основаны на типе анализируемой жидкости (например: стандартный диализирующий раствор, вода, используемая для приготовления стандартного диализирующего раствора, ультрачистый диализирующий раствор, вода, используемая для приготовления ультрачистого диализирующего раствора, или раствор, используемый для терапии в режиме реального времени, такой как гемодиафильтрация). Выбранный метод должен быть основан на анализе преимуществ, недостатков и чувствительности каждого из предложенных методов. Он также должен обеспечить пациенту необходимые гарантии в рамках любых ограничений, налагаемых местными лабораторными методами работы, и предоставление компенсаций.

При наблюдении за микробным загрязнением в ультрачистом диализирующем растворе максимально допустимый уровень бактерий требует проведения культивирования методом мембранной фильтрации с пропусканием через фильтр не менее 10 мл ультрачистого диализирующего раствора. Использование больших объемов (до 1000 мл) обеспечит большую чувствительность, но улучшенная чувствительность должна быть сбалансирована с повышенным риском загрязнения при сборе и обращении с образцом. Даже при использовании этих более чувствительных методов соответствие строгому требованию стерильности приготовленной в режиме реального времени замещающей жидкости не может быть продемонстрировано культивированием; это должно быть обеспечено использованием валидированного процесса. Контроль за производством приготовленной в режиме реального времени замещающей жидкости будет зависеть от производящей системы и должен осуществляться в соответствии с инструкциями изготовителя.

Кроме того, условия культивирования, рекомендованные в настоящем стандарте, могут не определять присутствие некоторых организмов. В частности, рекомендуемые методы могут не обнаруживать наличие различных нетуберкулезных микобактерий, которые были связаны с несколькими вспышками инфекции в отделениях диализа [83], [84]. Кроме того, рекомендуемые методы не обнаруживают грибков и дрожжей, которые, как было показано, загрязняют воду, используемую для гемодиализа [85].

Микробиологическая чистота упакованных жидких концентратов и сухих порошковых картриджей является обязанностью изготовителя. Контроль за бикарбонатным концентратом, получаемым в центре диализа из порошка и воды, хотя и не требуется регулярно, может проводиться в рамках обследования по поиску и устранению неисправностей. Содержание натрия в TSA достаточно для использования в культивировании бикарбонатного концентрата без добавок. Исследования солеустойчивости показали, что оптимальный рост организмов, обнаруженных в бикарбонатном концентрате, происходит при концентрации хлорида натрия примерно от 3 % до 6 % [86]. Поэтому, если для контроля микробного загрязнения бикарбонатного концентрата используется малосолевая среда, такая как R2A или TGEA, ее следует дополнить добавлением 4 % бикарбоната натрия.

А.9 Условия культивирования

Обоснование в этом пункте относится к требованиям 8.3.3.3.

Из-за культивирования образцов существует задержка между отбором проб и получением результатов. При использовании методов, требующих семи дней для получения результатов, значительное загрязнение может быть обнаружено раньше, чем через семь дней, если используются промежуточные подсчеты (например, каждые два дня).

А.10 Испытание на бактериальные эндотоксины

Обоснование в этом пункте относится к требованиям 8.3.4. Бикарбонатный концентрат ингибирует анализ LAL. Ингибирование вызвано высокой концентрацией растворенных веществ в концентрате и рН. В гель-тромб тесте это ингибирование приводит к неспособности сгуститься. В кинетических анализах ингибирование приводит к неспособности восстановить положительный контроль в пределах от минус 50 % до плюс 200 % от номинального значения.

Разбавление бикарбонатного концентрата водой является обычным методом преодоления ингибирования. Необходимо минимальное разведение 1:16; однако для более чувствительных анализов рекомендуется более высокое разведение. Например, при использовании анализа с чувствительностью 0,03 ЕЭ/мл рекомендуется разведение 1:20. Разбавление уменьшает предел обнаружения анализа. В кинетических методах чувствительность - это наименьшая концентрация, используемая для построения стандартной кривой. Рекомендуется кинетический анализ, поскольку кинетические анализы обычно более чувствительны, чем анализы гель-тромб.

Стандартные тесты гель-тромб инкубируют при температуре 37 °С в течение времени, рекомендованного изготовителем. По истечении рекомендованного времени пробирки переворачивают, чтобы обнаружить наличие тромба. Положительный тест будет иметь тромб, который останется на дне пробирки до тех пор, пока ее не встряхнут или не ударят. Отрицательный тест не будет иметь тромба и будет иметь тенденцию вытекать из пробирки, после того как она будет перевернута. Тромб, который является полутвердым и течет медленно, классифицируется как отрицательный тромб. Например, когда бикарбонатный концентрат тестируют с помощью анализа гель-тромб с чувствительностью 0,03 ЕЭ/мл и концентрат разбавляют 1:20 (1,0 мл концентрата плюс 19 мл воды для LAL-теста или эквивалента), положительный контрольный образец должен сгуститься, указывая на отсутствие ингибирования анализа. Если разбавленный образец бикарбонатного концентрата сгущается, это указывает на то, что образец содержит не менее 0,6 ЕЭ/мл эндотоксинов. Новая версия анализа гель-тромб имеет соответствующий положительный контроль, что упрощает тестирование и повышает надежность результатов.